Optimalisasi Real Time PCR untuk Diagnosis Filariasis Bancrofti pada Sediaan Hapus Darah Tebal
Authors
-
Rika Ferlianti
Magister Program of Biomedical Science
Faculty of Medicine University of Indonesia, Jakarta
Keywords:
filariasis bancrofti, diagnostic, Real Time PCR, sediaan hapus darah tebalAbstract
Penelitian ini bertujuan untuk menggunakan sediaan hapus darah tebal sebagaisampel untuk amplifikasi DNA dalam mendeteksi DNA Wuchereria bancroftidengan metode Real Time PCR. Uji Diagnostik, dengan pemeriksaan mikroskopik sebagai gold standard. Sampel adalah 63 sediaan hapus darah tebal dengan pewarnaan giemsa yangsudah diperiksa dengan mikroskop. Sampel positif terinfeksi filariasis bancrofti25 sampel, dan negatif terinfeksi 38 sampel dikumpulkan dari daerah endemikNusa Tenggara Timur. Sediaan hapus darah tebal dikerok dengan skalpel sterildan hasil kerokan sampel dimasukkan ke dalam tabung steril yang berisiphosphate buffered saline (PBS). DNA diamplifikasi dengan target Ssp I repeatuntuk W. bancrofti. Hasil dari PCR akan dibandingkan dengan mikroskopikdan tes konfirmasi yaitu tes ICT (immune chromatographic card-type). Metode Real Time PCR pada sediaan hapus darah tebal mempunyai sensitivitasdan negative predictive value yang tinggi terhadap mikroskopik. Dan hasilkonfirmasi dengan metode mikroskopik dan ICT, PCR pada sediaan hapusdarah tebal memberikan hasil sensitivitas, spesifisitas, positive and negativepredictive value yang tinggi. Korelasi Spearman menunjukkan korelasi yangkuat antara mikroskopik dan PCR pada sediaan hapus darah tebal (r = 0,937).Dan korelasi negatif antara nilai Ct dengan densitas mikrofilaria (r = -0,726). Sediaan hapus darah tebal yang mempunyai densitas mikrofilaria yangtinggi, memberikan nilai Ct yang rendah pada metode Real Time PCR.Metode Real Time PCR pada sediaan hapus darah tebal dapat digunakan untukmembantu mengevaluasi program eliminasi filariasis. Penelitian ini bertujuan untuk menggunakan sediaan hapus darah tebal sebagaisampel untuk amplifikasi DNA dalam mendeteksi DNA Wuchereria bancroftidengan metode Real Time PCR. Uji Diagnostik, dengan pemeriksaan mikroskopik sebagai gold standard. Sampel adalah 63 sediaan hapus darah tebal dengan pewarnaan giemsa yangsudah diperiksa dengan mikroskop. Sampel positif terinfeksi filariasis bancrofti25 sampel, dan negatif terinfeksi 38 sampel dikumpulkan dari daerah endemikNusa Tenggara Timur. Sediaan hapus darah tebal dikerok dengan skalpel sterildan hasil kerokan sampel dimasukkan ke dalam tabung steril yang berisiphosphate buffered saline (PBS). DNA diamplifikasi dengan target Ssp I repeatuntuk W. bancrofti. Hasil dari PCR akan dibandingkan dengan mikroskopikdan tes konfirmasi yaitu tes ICT (immune chromatographic card-type). Metode Real Time PCR pada sediaan hapus darah tebal mempunyai sensitivitasdan negative predictive value yang tinggi terhadap mikroskopik. Dan hasilkonfirmasi dengan metode mikroskopik dan ICT, PCR pada sediaan hapusdarah tebal memberikan hasil sensitivitas, spesifisitas, positive and negativepredictive value yang tinggi. Korelasi Spearman menunjukkan korelasi yangkuat antara mikroskopik dan PCR pada sediaan hapus darah tebal (r = 0,937).Dan korelasi negatif antara nilai Ct dengan densitas mikrofilaria (r = -0,726). Sediaan hapus darah tebal yang mempunyai densitas mikrofilaria yangtinggi, memberikan nilai Ct yang rendah pada metode Real Time PCR.Metode Real Time PCR pada sediaan hapus darah tebal dapat digunakan untukmembantu mengevaluasi program eliminasi filariasis.References
BioRad 2006. Real Time PCR Application Guide. BioRad Laboratories, Inc, USA.
Bockarie MJ, Fischer P, Williams SA, Zimmerman PA, Griffin L, Alpers MP et al. 2000. Application of a polymerase chain reaction-ELISA to detect
Wuchereria bancrofti in pools of wild-caught Anopheles punctulatus in a filariasis control area in Papua New Guinea. American Journal of Tropical
Medicine and Hygiene 62: 363-367.
Bockarie MJ, Kastens TDJ, Alexander W, Dimber ND & Bockarie Z 2002. Mass treatment to eliminate filariasis in Papua New Guinea. New Engl J Med 347: 1841– 1848.
Bockarie MJ & Deb RM 2010. Elimination of lymphatic filariasis: do we have the drugs to complete the job?. Current opinion in infectious diseases 23: 617-620.
Cnops L, Esbroeck MV, Bottieau E & Jacobs J 2010. Giemsa-stained thick blood films as a source of DNA for Plasmodium species-specific real-time PCR. Malaria Journal 9: 1-7.
DEPKES 2008. Pedoman program eliminasi filariasis di Indonesia. Jakarta: Bakti Husada.
DEPKES 2010. Rencana Nasional Program Akselerasi Eliminasi Filariasis di Indonesia 2010 - 2014. Jakarta
Departemen Parasitologi Medik Usnamru2 Jakarta 2006. Buku Panduan Pelatihan Diagnosa Mikroskopi Filaria (Edisi ke-2). Jakarta
Fink DL, Fahle GA, Fischer S, Fedorko DF & Nutman TB 2011. Toward Molecular Parasitologic Diagnosis: Enhanced Diagnostic Sensitivity for Filarial Infections in Mobile Populations. Journal of Clinical Microbiology 1: 42-47.
Fischer P, Wibowo H, Pischeke S, Rückert P, Liebau E, Ismid IS & Supali T 2002. PCR-based detection and identification of the filarial parasite Brugia timori from Alor Island, Indonesia. Annals of Tropical
Medicine and Parasitology 8: 809-821.
Goodman DS, Orelus JN, Roberts JM, Lammie PJ & Streit TG 2003. PCR and mosquito dissection as tools to monitor filarial infection levels following mass treatment. Filaria Journal 2: 11.
Helmy H, Fischer P, Farid HA, Farid M, Bradley H & Ramzy RM 2004. Test strip detection of Wuchereria bancrofti amplified DNA in wild-caught Culex pipiens and estimation of infection rate by a Pool Screen
algorithm. Tropical Medicine and International Health 9: 158-163.
Kluber S, Supali T, Williams SA, Liebau E & Fischer P 2001. Rapid PCR-based detection of Brugia malayi DNA from blood spots by DNA detection test strips. Transactions Royal Society Tropical Medicine & Hgyiene 95: 169-170.
Lizotte MR, Supali T, Partono F & Williams SA 1994. A polymerase chain reaction assay for detection of Brugia malayi in blood. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 51: 314-321.
Nuchprayoon S 2009. DNA-Based Diagnosis of lymphatic filariasis. J Trop Med Public Health 5:904910
Ottesen EA, Duke BOL, Karam M & Behbehani K 1997. Strategies and tools for the control/elimination of lymphatic filariasis. Bulletin of the World Health Organization 6: 491-503.
Qiagen 2010. QIAamp ® DNA Mini and Blood Mini Handbook (Third Edition). QIA Inc., USA.
Qiagen 2010. QuantiFas t® SYBR ® Green PCR Handbook. QIA Inc., USA.
Rahmah N, Nurulhasanah O, Norhayati S, Zulkarnain I & Norizan M 2010. Comparison of conventional versus real-time PCR detection of Brugia malayi DNA from dried blood spots from school children in
a low endemic area. Tropical Biomedicine 1: 54–59.
Rao RU, Weil GJ, Fischer K, Supali T & Fischer P 2006. Detection of brugia parasite DNA in human blood by real time PCR. Journal of Clinical Microbiology 44: 3887-3893.
Supali T, Ismid IS, Wibowo H, Djuardi Y, Majawati E, Ginanjar P & Fischer P 2006. Estimation of the prevalence of lymphatic filariasis by a pool screen PCR assay using blood spots collected on filter paper. Transactions Royal Society Tropical Medicine & Hygiene. 100: 753-759.
Weil GJ, Lammie PJ & Weiss N 1997. The ICT filariais test: A rapid-format antigen test for diagnosis of Bancroftian filariasis. Parasitology Today 10: 401-404.
Weil GJ & Ramzy MR 2006. Diagnostic tools for filariasis elimination programs. TRENDS in Parasitology 23:78-82.
Zhong M, McCarthy J, Bierwert L, Waniewski ML, Chanteau S, Nutman TB et al. 1996. A polymerase chain reaction assay for detection of the parasite Wuchereria bancrofti in human blood samples. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 54: 357-363.
